Annexe 4. Aspiration cytologique à l’aiguille fine (FNAC)


L’aspiration cytologique à l’aiguille fine (ou ponction-aspiration ganglionnaire) consiste à prélever du suc ganglionnaire dans un ganglion lymphatique. Le matériel obtenu est déposé sur des lames et préparé pour l’examen microscopique.

2 lames sont colorées au Giemsa1 2, à la recherche de caséum, granulome, cellules géantes et cellules épithélioïdes ou histiocytes, et 1 ou 2 lames sont colorées selon la méthode de Ziehl-Neelsen, à la recherche de bacilles acido-alcoolo-résistants (BAAR).

Matériel

– Aiguille 23 G (dans quelques rares cas, il est possible d’utiliser une 19G)
– Seringue de 10 ml
– 2 lames pour le Giemsa + 1 ou 2 lame pour le Ziehl-Neelsen
– Polyvidone iodée à 10%, compresses stériles, gants

Technique de prélèvement

– Désinfecter le site de ponction.
– Adapter l’aiguille à la seringue ; introduire profondément l’aiguille dans le ganglion.
– Après avoir fait pénétrer l’aiguille dans la masse du ganglion, tirer le piston de la seringue pour maintenir une pression négative.
– Aspirer rapidement, en imprimant à l’aiguille des mouvements de va-et-vient pour permettre au suc ganglionnaire de pénétrer l’aiguille.
– Arrêter d’aspirer lorsque du sang et du suc apparaissent dans l’embout de l’aiguille. Essayer d’aspirer suffisamment de suc, la spécificité et la sensibilité du diagnostic sont influencées par le volume de suc aspiré.
– Relâcher la pression négative avant de retirer l’aiguille du ganglion. Ne pas aspirer en retirant l’aiguille, pour ne pas disperser le prélèvement dans le corps de la seringue ni le mélanger à du sang périphérique en traversant la peau.

Préparation de la lame

La lame doit être identifiée avant l’aspiration et préparée immédiatement après.
– Détacher l’aiguille de la seringue immédiatement après l’aspiration.
– Remplir d’air la seringue (l’aiguille est toujours détachée de la seringue).

Préparer l’étalement :

Giemsa
• Reconnecter l’aiguille à la seringue. Pousser doucement sur le piston pour déposer une petite goutte de matériel sur une extrémité de la lame (si le suc est déposé au centre, l’étalement sera difficile à réaliser).
• Couvrir la préparation d’une autre lame.
• Faire glisser doucement les 2 lames l’une contre l’autre, en directions opposées, de façon à étirer complètement le matériel entre les lames. Ne pas appuyer fortement sur les lames pour ne pas écraser les cellules.
• Laisser sécher les lames à l’air.
• Fixer les frottis au méthanol lorsqu’ils sont complètement secs.
• Réaliser la coloration.

Ziehl-Neelsen
• Déposer une petite goutte de matériel sur la lame.
• Réaliser un frottis ni trop fin ni trop épais.
• Laisser sécher à l’air.
• Fixer le frottis à la flamme lorsqu’il est complètement sec.
• Réaliser la coloration.

Lecture de la lame colorée au Giemsa

Sur chaque lame, un ou plusieurs éléments suivants peuvent être identifiés :
– Foyer central de nécrose caséeuse (caséum) : substance rosée, homogène, dépourvue de cellules.
– Granulome : amas de cellules épithélioïdes, entourées d’une couronne lymphocytaire, avec ou sans nécrose caséeuse.
– Cellules épithélioïdes : cellules allongées, noyau réiniforme à chromatine finement granulaire entouré d’un cytoplasme rosé.
– Cellules géantes : cellules gigantesques et multinucléées.


Remarques :
– Il est préférable de rechercher le granulome et la nécrose avec les objectifs x10 et x40 puis les cellules épithélioïdes et géantes avec l’objectif x100.
– L’observation des frottis doit être effectuée par une personne compétente en cytologie. Les lames doivent être envoyées au laboratoire de cytologie de référence, pour contrôle-qualité ou confirmation du résultat.
– La qualité de l’échantillon et de la préparation sont essentielles. Le frottis doit être réalisé par un technicien expérimenté.



Footnotes
Ref Notes
1

Le « golden standard » pour le diagnostic de la TB à partir de prélèvements tissulaires est la coloration à l’hématoxyline-éosine mais la coloration de Giemsa peut être une alternative dans les régions isolées où l’équipement est limité.